蛋白质的脂酰化（acylation）是脂化修饰的一种，是脂肪酸以脂酰基的形式连接到肽链上。根据脂酰基受体的不同，又可进一步分为N-脂酰化、S-脂酰化和O脂酰化三种形式。

常见的蛋白质脂酰化形式。Prog Lipid Res. 2016 Jul; 63: 120–131.

N-脂酰化是脂肪酸与肽链末端氨基或赖氨酸侧链氨基形成酰胺键。其中最常见的是N端甘氨酸的豆蔻酰化（N-Myristoylation），由N-豆蔻酰基转移酶（N-myristoyltransferase，NMT，EC 2.3.1.97）催化。

哺乳动物细胞中至少有150多种蛋白质的N-末端甘氨酸被豆蔻酸（14:0）酰化。这些蛋白质通常包含N末端共有序列：Met-Gly-XXX-Ser / Thr。因为NMT只接受N-端甘氨酸作为酰基受体，所以先由甲硫氨酸氨肽酶除去甲硫氨酸，将Gly暴露为N末端氨基酸。

NMT的酰基供体是豆蔻酰辅酶A，动力学为有序机制。豆蔻酰辅酶A先与酶结合，将烃链插入酶的疏水口袋，导致形成肽链结合位点，从而形成三元复合物。然后将酰基转移到甘氨酸上，依次释放辅酶A和酰化产物。

NMT的催化机制。Acta Pharmacol Sin. 2020 Aug; 41(8): 1005–1015.

大多数的N-豆蔻酰化是共翻译修饰。但在凋亡过程中，Caspase介导的Asp-Gly之间的裂解会产生N末端甘氨酸。如果后面的序列符合豆蔻酰化共有序列内，就可以发生翻译后的N-豆蔻酰化。这种蛋白有40多个，包括PAK2、肌动蛋白、BID等。其中某些产物可以靶向线粒体，调控细胞凋亡。

甘氨酸是唯一可以作为NMT底物的残基，所以实验室中通常使用Gly-Ala（G2A）突变产生非豆蔻酰化的蛋白突变体。已经有人开发出预测N-豆蔻酰化的算法，一些网站提供N-豆蔻酰化和S-棕榈酰化的在线预测程序。

蛋白质脂酰化预测程序。Prog Lipid Res. 2016 Jul; 63: 120–131.

大多数N-肉豆蔻酰化的蛋白是膜结合的。豆蔻酰基可以提供约8千卡/摩尔的能量，但不足以将豆蔻酰化蛋白稳定地锚定在脂双层上。所以豆蔻酰化的蛋白质还需要第二种信号，如蛋白上的疏水区、碱性区或另一种脂修饰等。

一些N-豆蔻酰化蛋白，如c-Src、MARCKS、组蛋白等，包含一个与豆蔻酰基协同作用的强碱性区域，可以与带负电荷的膜磷脂发生静电相互作用，从而提供第二种膜亲和力。

甘氨酸的豆蔻酰化是不可逆的，目前尚未发现去豆蔻酰化酶。但是，志贺氏菌表达一种半胱氨酸蛋白酶IpaJ，可以从宿主蛋白的N-末端切除豆蔻酰甘氨酸。志贺氏菌感染细胞后可以结合并破坏高尔基体的ARF蛋白，从而破坏宿主的高尔基体结构，影响其分泌途径。

更普遍的N-豆蔻酰化蛋白调控机制是豆蔻酰开关，即通过将豆蔻酰基暴露在蛋白表面或掩埋于内部疏水口袋，来控制蛋白质的膜结合状态。控制豆蔻酰基转换的方式有多种，如配体开关（通过Ca离子、GTP等配体的结合触发转换）、静电开关（通过蛋白激酶C的磷酸化降低碱性区的正电荷）、熵开关（通过多聚体的形成或解聚驱动豆蔻酰基翻转，如HIV-1 Gag的MA域）等。

豆蔻酰开关的机制和功能。Acta Pharmacol Sin. 2020 Aug; 41(8): 1005–1015.

N-豆蔻酰化修饰赋予蛋白灵活可变的膜结合能力，用于调控某些细胞过程。例如，N-豆蔻酰化的Akt1倾向于在富含胆固醇的细胞膜区域积聚，并积极刺激下游信号传导。

酵母蛋白酶体Rpt2亚基的N-豆蔻酰化有助于蛋白酶体进入细胞核，降解其中的错误折叠蛋白。在Rpt2-G2A和Rpt-G2Δ（Δ表示缺失）细胞中，缺乏豆蔻酰化的蛋白酶体无法充分转运到细胞核，导致细胞核中错误折叠蛋白积累。

Gag是HIV病毒衣壳结构的前体蛋白，可被宿主NMT豆蔻酰化，这个修饰对HIV的组装至关重要。Gag之间的聚合可以触发熵开关，使豆蔻酰基向暴露构象转换，从而为蛋白质组装提供动力。

熵开关与蛋白质组装。Acta Pharmacol Sin. 2020 Aug; 41(8): 1005–1015.

除甘氨酸的氨基以外，赖氨酸的侧链氨基也可以被脂酰化修饰。白介素1α、TNF-α以及组蛋白均有赖氨酸残基可以发生豆蔻酰化。

催化赖氨酸酰化的酶尚未确定，但已经发现了去除赖氨酸上脂肪酰基的酶家族。Sirtuins最初被表征为NAD依赖性脱乙酰基酶家族，但Lin和同事证明Sirt2和Sirt6具有脱酰基酶活性，并优先从含有酰化赖氨酸的组蛋白中水解豆蔻酰基和棕榈酰基。

总之，蛋白质的N-豆蔻酰化参与多种细胞事件，与多种生理病理过程相关。NMT抑制剂非常适合用于对抗由细胞或病原体增殖引起的疾病，如恶性肿瘤和传染病。所以NMT抑制剂可以作为抗真菌剂和抗病毒剂，在免疫缺陷和肿瘤治疗方面也有广阔前景。

蛋白质的S-脂酰化（S-acylation）是指脂肪酸与半胱氨酸的巯基通过硫酯键相连。作为唯一完全可逆的蛋白质脂修饰，它可以影响蛋白质的结构、组装、成熟、运输和功能，从而调节膜受体、离子通道、酶促反应、信号转导和细胞粘附等多种生理过程。

S-酰化最典型的是棕榈酸，此外还有硬脂酸（18：0）、油酸（18：1）、花生四烯酸（20：4）和二十碳五烯酸（20：5）。定量分析表明，参与S-酰化的脂肪酸中，棕榈酸平均占74％，硬脂酸占22％，油酸占4％。而且棕榈酸发现最早，所以一些文献将所有的S-脂酰化统称为S-棕榈酰化。

S-酰化是翻译后修饰，发生在高尔基体。催化这一反应的酶属于蛋白质酰基转移酶（protein acyltransferase，PAT）家族，含有DHHC（Asp-His-His-Cys）序列，所以称为DHHC-PAT。由于DHHC基序形成锌指结构域，因此编码这些酶的基因称为含锌指DHHC（zDHHC）。

蛋白质的S-酰化与人体zDHHC。Physiol Rev. 2015 Apr; 95(2): 341–376.

现已发现24种人类zDHHC基因，命名为zDHHC1- 24（无zDHHC10，有zDHHC11B）。这些zDHHC之间的底物亲和力和催化活性差异很大，其中zDHHC17和zDHHC13具有较强的底物结合能力，而zDHHC3和zDHHC7具有高效的S-酰化作用。

S-棕榈酰化通过两步机制进行。第一步是DHHC基序中的半胱氨酸残基被来自棕榈酰-CoA的棕榈酸酰化，形成酰基酶中间体。这一步通常称为自棕榈酰化。第二步是将棕榈酰基部分转移到蛋白质底物中的半胱氨酸巯基上。

S-酰化反应机制。NPJ Breast Cancer. 2016; 2: 16028.

S-酰化是一种可逆脂修饰，脱酰基反应由酰基蛋白质硫酯酶（acyl-protein thioesterase，APT）催化。[3H]棕榈酸脉冲追踪实验表明，掺入N -Ras的棕榈酸半衰期约为20分钟。但是不同的蛋白，甚至同一蛋白上的不同酰化位点，周转率都可能有很大差异。

S-酰化的底物多数是膜蛋白，主要包括跨膜蛋白和外周膜蛋白两大类。前者包括离子通道、受体、转运蛋白等，后者往往具有双重脂修饰，用于增强膜亲和力及状态调控，如Ras蛋白等。

O-脂酰化是脂肪酸与丝氨酸侧链羟基生成酯键。这种修饰较为罕见，一个例子是小鼠Wnt-3a的Ser209则被棕榈油酸（16:1）酰化，这一修饰与其运输定位有关。突变体S209A（209位Ser突变为Ala）无法正常分泌，而是保留在内质网中，进而导致发育异常。

Wnt3a的脂酰化缺陷导致功能异常。Dev Cell. 2006 Dec;11(6):791-801.

催化Wnt蛋白棕榈油酰化（Palmitoleoylation）的是蛋白质丝氨酸O-棕榈油酰转移酶，又称为porcupine（Porcn）。这个有趣的名字一听就是研究果蝇的人起的，它是Wnt的果蝇同源物Wingless（Wg）的正态分布所必需的，其缺陷导致果蝇幼虫皮肤细胞产生刺状突起。

Porcn属于MBOAT（膜结合的O-酰基转移酶）家族，最初被认为介导Wnt蛋白的棕榈酰化。后来发现Wnt-3a有两个脂酰化位点，它催化的是Ser209的棕榈油酰化。另一个位点是Cys77的S-棕榈酰化，也很重要，突变后激活Wnt信号的能力显著减弱。

棕榈油酰化反应在ER内腔中分两步进行。首先由硬脂酰辅酶A去饱和酶（SCD）在棕榈酰辅酶A的9位插入顺式双键，生成棕榈油酰辅酶A。然后由Porcn将其转移至Wnt蛋白。

Wnt蛋白的棕榈油酰化与分泌。Prog Lipid Res. 2016 Jul; 63: 120–131.

Wnt的棕榈油酰化是可逆的。Notum属于α/β水解酶超家族，能够催化Wnt蛋白脱去棕榈酰基。Notum的底物结合部位只能与顺式单不饱和脂肪酸结合，因而具有高选择性。

另一个可以发生O-脂酰化的蛋白是ghrelin（生长激素释放肽）。它是一种仅有28个残基的肽类激素，可以与生长激素促分泌素受体（GHSR）结合，从而促进生长激素分泌，还有增加食欲、促进胃酸分泌等功能。

ghrelin的3位丝氨酸可以被辛酰化，由Ghrelin O-酰基转移酶（Ghrelin O-acyltransferase，GOAT）催化。这个修饰是其活性所必须的。GOAT也属于MBOAT家族，人类的MBOAT家族共有16个成员，其中有三个催化蛋白质的脂酰化。第三个是HHAT，不过它催化的是hedgehog蛋白的N-棕榈酰化反应，这里就不再介绍了。

参考文献：

1. Marilyn D. Resh. Fatty Acylation of Proteins: The Long and the Short of it. Prog Lipid Res. 2016 Jul; 63: 120–131.

2. Ritsuko Takada, et al. Monounsaturated Fatty Acid Modification of Wnt Protein: Its Role in Wnt Secretion. Dev Cell. 2006 Dec;11(6):791-801.

3. Meng Yuan, et al. N-myristoylation: from cell biology to translational medicine. Acta Pharmacol Sin. 2020 Aug; 41(8): 1005–1015.

4. Ayuko Kimura, et al. N-Myristoylation of the Rpt2 subunit of the yeast 26S proteasome is implicated in the subcellular compartment-specific protein quality control system. J Proteomics. 2016 Jan 1;130:33-41.

5. Luke H. Chamberlain, et al. The Physiology of Protein S-acylation. Physiol Rev. 2015 Apr; 95(2): 341–376.

6. Alison M Anderson, et al. Palmitoylation: a protein S-acylation with implications for breast cancer. NPJ Breast Cancer. 2016; 2: 16028.

7. Kimon Lemonidis, et al. The Golgi S-acylation machinery comprises zDHHC enzymes with major differences in substrate affinity and S-acylation activity. Mol Biol Cell. 2014 Dec 1;25(24):3870-83.

8. María-Eugenia Zaballa, et al. The molecular era of protein S-acylation: spotlight on structure, mechanisms, and dynamics. Crit Rev Biochem Mol Biol. 2018 Aug;53(4):420-451.

9. Ritsuko Takada, et al. Monounsaturated Fatty Acid Modification of Wnt Protein: Its Role in Wnt Secretion. Dev Cell. 2006 Dec;11(6):791-801.

10. Marilyn D. Resh. Fatty Acylation of Proteins: The Long and the Short of it. Prog Lipid Res. 2016 Jul; 63: 120–131.

11. Tracy M. Covey, et al. PORCN Moonlights in a Wnt-Independent Pathway That Regulates Cancer Cell Proliferation. PLoS One. 2012; 7(4): e34532.