帕金森症（Parkinson's disease, PD）是一种以中脑黑质致密部（substantia nigra pars compacta, SNpc）多巴胺能神经元退变为核心特征的神经疾病。建立可靠的PD动物模型是研究其产生机制、筛选神经保护策略及评估干预效果的基础。MPTP（AbMole，M9049）、MPP+ iodide（AbMole，M10041）与6-OHDA（6-hydroxydopamine，AbMole，M7832）这三种造模剂诱导的大/小鼠PD模型，操作简便、重复性高、应用广泛。

一、MPTP（1-甲基-4-苯基-1,2,3,6-四氢吡啶）

1. MPTP造模原理

MPTP（AbMole，M9049）能够穿透动物血脑屏障进入中枢神经系统；在进入动物脑组织后，MPTP（CAS No.：23007-85-4）主要在星形胶质细胞中被单胺氧化酶B（monoamine oxidase B, MAO-B）催化氧化，生成活性代谢物1-甲基-4-苯基吡啶离子（MPP⁺）^[1]。MPP⁺因其与多巴胺（dopamine, DA）结构相似，可被多巴胺转运体（dopamine transporter, DAT）选择性摄取并蓄积于多巴胺能神经元内。进入神经元后，MPP⁺进一步通过囊泡单胺转运体2（vesicular monoamine transporter 2, VMAT2）进入线粒体，抑制线粒体呼吸链复合物I（NADH-泛醌氧化还原酶）的活性，阻断电子传递和ATP的合成，同时导致超氧阴离子（O₂•⁻）的大量产生，最终引发氧化应激、能量衰竭及神经元凋亡或坏死^[1]。MPTP（AbMole，M9049）诱导的模型核心病理特征包括多巴胺能神经元丢失、纹状体多巴胺含量显著降低及酪氨酸羟化酶（tyrosine hydroxylase, TH）阳性细胞减少，与动物帕金森病高度相似。

2. 动物品系选择

MPTP（AbMole，M9049）诱导的帕金森动物模型存在种属和品系差异。其中大鼠和小鼠是较常用的实验动物。小鼠中C57BL/6品系对MPTP比较敏感，其黑质多巴胺能神经元丢失率可达60%–80%，是构建急性、亚急性和慢性帕金森病动物模型的常用选择^[2]。C57BL/6小鼠的MAO-B活性较高，且多巴胺转运体表达水平适中，使其对MPTP的代谢转化和神经元摄取效率较高。此外，BALB/c、CD-1等品系也能用于MPTP模型的构建。大鼠方面，常使用Wistar、SD等品系。非人灵长类动物（如恒河猴）对MPTP也呈现出高度敏感性，能诱导典型的帕金森样运动症状（震颤、僵直、运动迟缓）也是重要的研究模型之一。

3. MPTP常用剂量和给药方案

MPTP（AbMole，M9049）在不同模型中的剂量略有差异，以小鼠为例，MPTP的给药方案根据研究目的可分为急性、亚急性和慢性三种模式，剂量和频次直接影响神经元损伤的严重程度和存活时间^[2]；在给药方式的选择中，MPTP适用于腹腔注射、双侧立体定位注射、缓释泵长期给药等多种给药方式。

表1 MPTP诱导帕金森小鼠的三种模式与对应剂量

4. 参考方法

* 大鼠实验参考方法：

采用280–320 g 雄性 Wistar 大鼠建立 MPTP 帕金森模型，MPTP 以无菌生理盐水溶解，使用脑立体定位双侧黑质注射造模，定位坐标为前囟后 5.0 mm、中线 ±2.1 mm、颅骨下 7.7 mm，每侧缓慢推注 2 μL 含 1 μmol MPTP 的药液，推注速度 0.35 μL/min；通过梯子行走行为学实验、TH 免疫荧光、HPLC 检测纹状体多巴胺含量、Western blot 检测凋亡与氧化应激相关蛋白、试剂盒检测氧化应激指标等多个维度验证模型是否成功，证实 MPTP 可造成大鼠帕金森特征性运动障碍与多巴胺能神经元损伤。

* 小鼠实验参考方法:

采用 8 周龄、体重 19–22 g 雄性 C57BL/6 小鼠建立 MPTP 诱导的帕金森模型。其中MPTP 以无菌 PBS 溶解，采用腹腔注射（i.p.）的方式进行急性造模：小鼠接受 4 次 MPTP 注射，20 mg/kg/次，间隔 2 h，单日总剂量为 80 mg/kg；也可采用 30 mg/kg/天，连续 5 天 的亚急性方案^[3]。

小鼠也支持 MPTP 的黑质立体定位注射：小鼠麻醉后固定于脑立体定位仪，双侧黑质（SNpc）注射坐标为前囟后 3.0–3.4 mm、中线 ±1.3–1.6 mm、颅骨下 4.5–4.7 mm；每侧缓慢推注 1–3 μL 药液，推注速度 0.2–0.5 μL/min，注射后留针 5–10 min 以防回流^[4]。

范例详解

实验人员使用AbMole的MPTP（AbMole，M9049）成功构建了帕金森小鼠模型，具体方法如下： 采用C57BL/6J 小鼠为造模对象，MPTP溶解在灭菌生理盐水中，并通过腹腔注射（i.p.）给药，剂量为20 mg/kg/d，连续 5 天；对照组给予等体积生理盐水。实验人员最终通过 Western blot 检测黑质（SN）中双硫死亡相关蛋白（ACTB、ACTN4、INF2、MYL6）及 SLC7A11 的表达水平，多维度验证了上述模型的成功，并证实 MPTP 可造成小鼠帕金森特征性多巴胺能神经元损伤及双硫死亡相关基因表达异常（图1）。

图 1. 源自AbMole客户发表文献：Curr Issues Mol Biol. 2024 Sep 12;46(9):10038-10064.

二、MPP⁺碘化物（MPP+ iodide）

1. MPP⁺ iodide造模原理

MPP⁺ iodide（AbMole，M10041）是MPTP的活性代谢物MPP⁺的稳定盐形式，具有直接诱导动物形成帕金森的能力，无需在动物体内代谢激活。MPP⁺碘化物（CAS No.：36913-39-0）的作用机制与内源性MPP⁺完全一致：通过多巴胺能神经元摄取，经VMAT2进入线粒体，抑制复合物I活性，导致ATP耗竭和ROS爆发。与MPTP（AbMole，M9049）相比，MPP⁺碘化物因带正电荷而无法穿越血脑屏障，因此不适用于动物腹腔注射等给药方式，但可以用于体外细胞模型和大/小鼠脑内直接注射模型。在体外实验中，MPP⁺碘化物能直接作用于离体培养的多巴胺能神经元，诱导剂量依赖性的细胞死亡，为研究PD病理机制提供了重要的细胞模型。

2. 参考与方法

* MPP⁺细胞造模方法：

将MN9D小鼠多巴胺能神经元细胞系培养于含10%胎牛血清的DMEM培养基中，置于37°C、5% CO₂的加湿培养箱内；待细胞状态稳定后，分别用50 μM和100 μM的MPP⁺处理24小时，以便在细胞水平上模拟MPTP诱导的帕金森病模型。处理后通过酪氨酸羟化酶免疫荧光染色观察细胞形态变化，采用Image-Pro Plus软件定量轴突长度，并利用MTS比色法检测细胞活力。结果显示，100 μM MPP⁺处理24小时可导致MN9D细胞出现典型的神经退行性形态改变，包括轴突明显缩短和胞体萎缩，细胞活力下降约50%，且呈剂量依赖性^[5]。

*备注：构建帕金森细胞模型时建议选择MPP⁺ iodide 更适用于动物造模。

* MPP⁺动物实验造模参考方法：

采用慢性侧脑室内（intracerebroventricular, icv）灌注MPP⁺，以建立大鼠渐进性帕金森病模型。选用体重约 300 g 的雄性 Sprague-Dawley 大鼠，在麻醉状态下通过立体定位手术将灌注套管植入左侧侧脑室，定位坐标设定为前囟后 0.5 mm、左侧旁开 1.4 mm、深度 3.9 mm；套管通过导管与皮下植入的渗透泵相连，以 2.5 μl/h 的速率持续灌注MPP⁺，剂量为75 μg/天，灌注周期为 28 天^[6]。

范例详解

实验人员同时使用了AbMole的MPP⁺（AbMole，M10041）和MPTP（AbMole，M9049）分别建立体外和动物体内帕金森病模型。在体外细胞模型中，采用MPP⁺处理人多巴胺能神经母细胞瘤SH-SY5Y细胞，具体方法如下：将细胞培养于含10%胎牛血清的高糖DMEM培养基中，经1 mM MPP⁺处理24小时后成功诱导出帕金森细胞模型。在动物实验中，采用MPTP（AbMole，M9049）建立亚急性帕金森小鼠模型，选用6–8周龄、体重25–30 g的雄性C57BL/6J小鼠，经14天适应性饲养后随机分组，MPTP组小鼠接受MPTP 20 mg/kg/天腹腔注射，连续15天，最终成功构建出帕金森病小鼠模型^[6]。

图 2. 源自AbMole客户发表的文献：Molecular Brain 18.1(2025):1-17.

三、6-羟基多巴胺（6-OHDA）

1. 造模原理

6-OHDA（6-hydroxydopamine，AbMole，M7832）是一种结构与多巴胺相似的神经递质。6-hydroxydopamine（6-羟基多巴胺，CAS No.：28094-15-7）本身无法穿越血脑屏障，必须通过脑内立体定位注射直接导入中枢神经系统。进入神经元后，6-OHDA（Oxidopamine、6-羟基多巴胺，AbMole，M7832）通过两条并行途径发挥神经毒性：首先是自发氧化生成过氧化氢（H₂O₂）和超氧阴离子，引发氧化应激损伤；其次是被儿茶酚胺转运体（DAT或NET）摄取后，在胞质内自动氧化生成醌类代谢产物和活性氧，破坏线粒体功能和细胞膜完整性。与MPTP不同，6-OHDA的损伤范围不仅限于多巴胺能系统，还可波及其他儿茶酚胺能神经元（如去甲肾上腺素能神经元），因此注射前常会给予去甲肾上腺素再摄取抑制剂（如Desipramine ，25 mg/kg，腹腔注射，注射前30–60分钟）以保护去甲肾上腺素能神经元，提高损伤选择性^[7]。此外，为了防止6-OHDA在发挥作用前就被动物机体中的单胺氧化酶（MAO）代谢分解，往往还会额外给动物注射MAO抑制剂（如Pargyline ）。

2. 动物品系选择

6-OHDA（Oxidopamine，6-hydroxydopamine，CAS No.：28094-15-7）用于帕金森病（PD）动物造模时，大鼠和小鼠均有使用，但各自常用的品系有所不同：6-OHDA诱导的PD大鼠模型最常用的是Sprague-Dawley（SD）大鼠和 Wistar 大鼠，注射部位通常为单侧黑质、内侧前脑束（MFB）或纹状体。6-hydroxydopamine（6-羟基多巴胺，AbMole，M7832）模型传统上多用于大鼠，但近年来也用于小鼠，常用C57BL/6小鼠品系，剂量范围通常在0.5–40 µg之间，多数研究使用4–8 µg。

3. 参考与方法

*6-OHDA大鼠造模方法

选用雄性 Sprague-Dawley 大鼠（体重220–230 g），术前30分钟腹腔注射Desipramine，25 mg/kg和Pargyline 5mg/kg进行预处理，前者用于阻断去甲肾上腺素能神经元对毒素的摄取以提高多巴胺能选择性，后者为单胺氧化酶抑制剂。随后麻醉大鼠，将其固定于脑立体定位仪。采用单侧内侧前脑束注射，注射坐标为：前囟后 –4.0 mm、中线旁开 1.1 mm、硬膜下 –7.6 mm。将 4 µL 6-OHDA溶液（2 mg/mL，溶于含0.1%抗坏血酸的灭菌水）以 0.5 µL/min 的速率缓慢注入内侧前脑束，注射完毕后留针 5分钟 再缓慢拔针。术后3周评估黑质纹状体多巴胺能神经元的毁损程度。该造模方法可导致黑质致密部TH阳性神经元丢失约95%，造成严重的单侧黑质纹状体多巴胺能通路中断^[8]。

* 6-OHDA小鼠造模方法

雄性 C57BL/6J 小鼠（10周龄，体重23–28 g），麻醉后固定于脑立体定位仪。采用单侧纹状体（STR）双位点注射，将 2 µL 6-OHDA溶液（3 µg/µL，溶于含0.02%抗坏血酸的生理盐水）分别注入右侧纹状体两个不同位点：位点A：前囟前 1.0 mm、中线旁开 2.1 mm、硬膜下 2.9 mm；位点B：前囟后 0.3 mm、中线旁开 2.3 mm、硬膜下 2.9 mm。注射速率为 0.5 µL/min，每点注射完毕后留针 4分钟 再缓慢拔针。对照组注射等量含0.02%抗坏血酸的生理盐水。于术后1、2、3、7、14、21天进行行为学检测，以评估黑质纹状体多巴胺能神经元的毁损程度。该造模方法可导致纹状体多巴胺含量显著下降（WT小鼠下降约71%）、黑质TH阳性神经元减少及纹状体TH阳性纤维密度降低，成功建立PD样病理模型^[9]。

* 备注：为避免6-hydroxydopamine被氧化，建议在配制注射工作液时添加0.02% ~ 1%的抗坏血酸 

参考文献及鸣谢

[1] Langston, J. W.; Ballard, P.; Tetrud, J. W.; et al. Chronic Parkinsonism in humans due to a product of meperidine-analog synthesis. Science (New York, N.Y.) 1983, 219 (4587), 979-980.

[2] Jackson-Lewis, V.; Przedborski, S. Protocol for the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Nature Protocols 2007, 2 (1), 141-151.

[3] Kang, Y. C.; Son, M.; Kang, S.; et al. Cell-penetrating artificial mitochondria-targeting peptide-conjugated metallothionein 1A alleviates mitochondrial damage in Parkinson’s disease models. Experimental & molecular medicine 2018, 50 (8), 1-13.

[4] Jiang, S.-Y.; Tian, T.; Yao, H.; et al. The cGAS-STING-YY1 axis accelerates progression of neurodegeneration in a mouse model of Parkinson’s disease via LCN2-dependent astrocyte senescence. Cell Death & Differentiation 2023, 30 (10), 2280-2292.

[5] Li, Y.; Zhang, J.; Yang, C. J. B.; et al. UNC-51-like kinase 1 blocks S6k1 phosphorylation contributes to neurodegeneration in Parkinson's disease model in vitro. 2015, 459 (2), 196-200.

[6] Sonsalla, P. K.; Wong, L. Y.; Harris, S. L.; et al. Delayed caffeine treatment prevents nigral dopamine neuron loss in a progressive rat model of Parkinson's disease. Experimental neurology 2012, 234 (2), 482-487.

[7] Bové, J.; Prou, D.; Perier, C.; et al. Toxin-induced models of Parkinson’s disease. NeuroRX 2005, 2 (3), 484-494.

[8] Guo, S.; Yan, J.; Yang, T.; et al. Protective effects of green tea polyphenols in the 6-OHDA rat model of Parkinson’s disease through inhibition of ROS-NO pathway. 2007, 62 (12), 1353-1362.

[9] Cheng, L.; Chen, L.; Wei, X.; et al. NOD2 promotes dopaminergic degeneration regulated by NADPH oxidase 2 in 6-hydroxydopamine model of Parkinson’s disease. 2018, 15 (1), 243.

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