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AbMole动物建模攻略丨详解LPS（脂多糖）诱导构建啮齿动物脓毒症模型

已有 320 次阅读 2026-7-1 10:30 |系统分类:科研笔记

脂多糖（Lipopolysaccharide，LPS，AbMole，M9524）是革兰氏阴性菌细胞壁外膜的主要成分，它能触发大量促炎细胞因子释放，是诱导实验性大/小鼠脓毒症的经典工具分子。该模型具有操作简便、重复性好、构建成本低廉等优势，广泛应用于脓毒症发病机制研究及药物筛选。

一、LPS脓毒症造模机理

LPS（Lipopolysaccharide，脂多糖，AbMole，M9524）能与大/小鼠免疫细胞表面的 TLR4/MD-2 复合物特异性结合，激活 NF-κB、MAPK 等多条核心炎症信号通路，诱导大量促炎细胞因子（如 TNF-α、IL-1β、IL-6）和趋化因子爆发式释放，引发全身炎症反应综合征（SIRS），进而进展为大/小鼠脓毒症模型、感染性休克甚至多器官功能衰竭。

二、LPS的选择

LPS（Lipopolysaccharide，脂多糖，AbMole，M9524）的选择需根据模型差异选择合适的血清型。不同血清型的LPS在动物体内诱导的炎症反应强度和模式存在显著差异。

* LPS Escherichia coli O55:B5：主要用于C57BL/6小鼠急性炎症模型，剂量10-25 mg/kg，反应强烈但剂量曲线陡峭。一般多用于大小鼠重度脓毒症、感染性休克、急性呼吸窘迫综合征（ARDS）相关研究。

* LPS Escherichia coli O111:B4：广泛用于BALB/c和C57BL/6小鼠，剂量10-30 mg/kg，炎症反应强度适中、进展平稳，可在大鼠和小鼠模型中稳定诱导出全身炎症反应、多器官功能障碍等经典脓毒症表型。

* LPS Escherichia coli O127:B8/B7：主要用于大鼠模型，剂量10-25 mg/kg，能显著诱导大鼠肠道黏膜炎症、肠道屏障功能损伤，模拟肠道细菌引发的脓毒症序贯病程。

三、模式动物的选择

1. 小鼠品系

* C57BL/6 小鼠：脓毒症研究首选模式生物，遗传背景高度均一，对 LPS 敏感性中等，炎症反应稳定、实验重复性极强，适配绝大多数脓毒症基础机制研究、药物药效学评价。

* BALB/c 小鼠：对 LPS 敏感性显著更高，低剂量即可诱导强烈全身炎症与高死亡率，该类小鼠Th2 型免疫占优、免疫麻痹特征突出，适配重度脓毒症、免疫抑制机制相关研究。

* ICR 小鼠：远交系，繁殖快、成本低、环境适应性强，对 LPS 敏感性个体差异稍大，适配脓毒症模型的各类实验、大批量药物毒性/药效初筛。

* 基因编辑小鼠：以上述小鼠为背景构建的基因编辑鼠，多用于调控炎症信号节点，适配脓毒症分子机制、药物靶点验证研究。

2. 大鼠品系

* SD 大鼠：大鼠脓毒症造模通用品系，遗传背景稳定，对 LPS 敏感性中等，炎症反应平稳、个体差异小，体型大易操作、可反复采样，适配绝大多数脓毒症体内实验、器官损伤机制与药效学评价。

* Wistar 大鼠：对 LPS 敏感性略高于 SD 大鼠，炎症因子释放更迅速、免疫活性更强，适用于脓毒症早期炎症调控、神经内分泌调节等相关研究。

* Lewis 大鼠：对 LPS 敏感性极高，低剂量即可诱导强烈全身炎症与高死亡率，自身免疫反应特征显著，适配重度脓毒症、多器官功能衰竭发病机制研究。

四、具体实验流程

1. 实验动物：根据研究目的选择适配的啮齿类动物品系（小鼠推荐 C57BL/6，大鼠推荐 SD），SPF 级，雄性/雌性均可，建议 6-8 周龄，体重 20-25g（小鼠）/200-250g（大鼠），实验前适应性饲养 7 天，自由摄食饮水，12h 光暗循环，环境温度 22 ± 2℃，湿度 50 ± 5%。

2. 主要试剂：LPS（根据研究需求选择对应血清型，常用大肠杆菌 O111:B4、O55:B5等），无菌生理盐水（0.9% NaCl），75% 医用酒精，碘伏，肝素钠（抗凝剂），4% 多聚甲醛（组织固定液），RIPA 裂解液，蛋白酶/磷酸酶抑制剂，ELISA 检测试剂盒（TNF-α、IL-1β、IL-6 等炎症因子），血生化检测试剂盒（肌酐、尿素氮、ALT、AST、CK-MB 等器官功能指标）。

3. 主要仪器与耗材：电子天平（精度 0.1mg），超净工作台，高压蒸汽灭菌锅，离心机，酶标仪，生化分析仪，小动物麻醉机，体温监测仪，血压监测仪，无菌注射器（1mL/5mL），无菌针头，EP 管，离心管，组织匀浆器，切片机，光学显微镜等。

4. LPS 试剂溶解与配制：

* 试剂预处理：LPS（Lipopolysaccharide，脂多糖）粉末需在 - 20℃冷冻保存，使用前提前取出，桌面小型离心机适当转速离心，使粉末沉淀于管底。

* 无菌操作：所有配制过程均需在超净工作台内进行，所用耗材均需高压蒸汽灭菌。

* 母液配制：用无菌生理盐水将 LPS 粉末溶解，涡旋振荡 3-5min，确保完全溶解，无肉眼可见沉淀。配制后尽快转入2-8℃冰箱中。

备注：请勿全部溶解，可根据各次实验所需总量进行溶解，LPS在不同模型中的剂量略有差异，下表列出部分文献中的LPS给药剂量。

表1. LPS在啮齿动物脓毒症模型中的剂量和注射方式

动物种系	LPS血清型	剂量	给药途径	研究主题/疾病模型	参考文献题目
BALB/c 小鼠（雄性，6-8周龄）	Escherichia coli O55:B5（AbMole）	18 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	脓毒症心肌功能障碍	[1]
Wistar 大鼠（雄性，8-16周龄）	E. coli O111:B4	10 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	脓毒性休克心血管反应	[2]
Wistar 大鼠（成年雄性）	Escherichia coli 0111:B4	1 mg/只（非体重计量）	腹腔注射 (i.p.)	革兰氏阴性菌致死性脓毒症	[3]
Sprague Dawley (SD) 大鼠（雄性，10-12周龄，300-400g）	E. coli O111:B4	10 mg/kg	静脉注射 (i.v.)	LPS诱导的脓毒症/凝血激活与炎症反应	[4]
Wistar 白化大鼠（雄性，8-12周龄，200-250g）	E. coli O111	5 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	脓毒症所致心脏损伤	[5]
Wistar 大鼠（雄性，250-300g）	Escherichia coli O55:B5	20 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	脓毒症诱导的胃肠动力障碍	[6]
C57BL/6 小鼠	Escherichia coli O55:B5（AbMole）	40 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的脓毒症/内毒素休克	[7]
C57BL/6J 小鼠	E. coli O55:B5（AbMole）	50 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的内毒素休克/脓毒症	[8]
大鼠（品系未明确说明）	未明确说明	50 mg/kg	未明确说明（推测腹腔注射）	LPS诱导的脓毒症急性肺损伤	[9]
ODS (Osteogenic Disorder Shionogi) 大鼠（先天性维生素C合成缺陷）	未明确说明	15 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的脓毒症/维生素C对脓毒症致死率的影响	[10]
C57BL/6 小鼠、BALB/c 小鼠、Wistar 大鼠	大鼠：E. coli O127:B7；小鼠：E. coli O111:B4	C57BL/6小鼠：0.85-4 mg/kg；BALB/c小鼠：4-10 mg/kg；Wistar大鼠：15-25 mg/kg	腹腔注射 (i.p.) / 静脉注射 (i.v.)	LPS诱导的脓毒症模型探索（剂量-反应研究，不同品系敏感性比较）	[11]
CD-1 小鼠（孕鼠，E16）	E. coli O111:B4、O55:B5、O127:B8、O128:B12（四种血清型比较）	2.5 μg/只（子宫内注射，非体重计量）	子宫内注射 / 皮下注射 (s.c.)	早产模型（宫内炎症/感染诱导的早产），非典型脓毒症模型	[12]
C57BL/6 小鼠（含人CRP转基因小鼠）	E. coli O111:B4、O55:B5；鼠伤寒沙门氏菌 LPS	10 mg/kg（O111:B4）	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的内毒素休克/急性攻击	[13]
C57BL/6 小鼠	E. coli O111:B4	15 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的脓毒症/脓毒性休克	[14]
ICR 小鼠	未明确说明	5 mg/kg	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的脓毒症/有氧运动对脓毒症的保护作用（涉及Warburg效应）	[15]
大鼠（品系未明确说明）	E. coli O55:B5、O127:B8、O111:B4（三种血清型比较）	2 mg/kg、50 mg/kg、250 mg/kg（三种剂量梯度）	腹腔注射 (i.p.)	LPS诱导的体温变化（发热/低体温反应），非典型脓毒症模型	[16]

5. 动物注射方案

* 实验分组：将实验动物按体重随机分为对照组和模型组，根据实验需求可设置不同 LPS 剂量组、药物干预组等，每组动物数量建议不少于 6 只。对照组仅注射等体积的无菌生理盐水，模型组注射对应剂量的 LPS 工作液。

* 给药途径选择：根据研究目的选择适配的给药途径，常用途径包括：

腹腔注射（i.p.）：最常用的给药途径，操作简便，对动物创伤小，药物吸收稳定，可诱导全身系统性炎症反应，适用于绝大多数脓毒症模型构建。小鼠注射体积不超过 1mL/20g 体重，大鼠注射体积不超过 5mL/200g 体重。

尾静脉注射（i.v.）：LPS（Lipopolysaccharide，脂多糖，AbMole，M9524）直接进入血液循环，起效更快，炎症反应更迅速，可精准模拟革兰氏阴性菌入血引发的脓毒症，适用于研究脓毒症的早期炎症反应、血管内皮损伤、感染性休克等。小鼠注射体积不超过 0.2mL/20g 体重，大鼠注射体积不超过 2mL/200g 体重。

气管内滴注 / 雾化吸入：可靶向诱导肺部局部炎症，模拟临床肺炎引发的脓毒症、急性呼吸窘迫综合征（ARDS），适用于研究脓毒症相关的急性肺损伤、肺部炎症调控机制。

备注：不同模型中的注射方式可参考表1

6. 给药操作：

* 动物麻醉：对于尾静脉注射、气管内给药等操作，需提前对动物进行麻醉，确保麻醉深度适中，避免麻醉过深导致动物死亡。

* 皮肤消毒：注射部位用 75% 医用酒精或碘伏消毒，避免皮肤感染。

* 注射操作：腹腔注射时，针头与腹部皮肤呈 45° 角刺入，回抽无血、无肠内容物后，缓慢推注药液；尾静脉注射时，固定动物尾部，用温水扩张尾静脉，针头平行刺入尾静脉，回抽有血后，缓慢推注药液，注射完毕后用棉签按压止血。

* 实验后护理：注射完毕后，将动物放回饲养笼，密切观察动物的一般状态、精神状态、饮食饮水情况，记录动物的死亡率、发病时间，根据实验需求在对应时间点采集血液、组织样本，进行后续的指标检测。

五、动物建模表征

LPS（Lipopolysaccharide，脂多糖，AbMole，M9524）诱导脓毒症模型的成功构建，需通过多维度的综合验证：

* 动物脓毒症造模后一般会出现精神萎靡、活动减少、呼吸急促、体重进行性下降；

* 血液分析显示大/小鼠血清中 TNF-α、IL-1β、IL-6 等核心促炎细胞因子较对照组显著升高，且呈剂量依赖性上升，完成炎症通路激活的核心机制验证；

* 大/小鼠的血液生化检测可观察到多器官功能障碍，核心指标包括肺损伤相关 PaO2/FiO2 比值下降、肾损伤相关肌酐/尿素氮升高、肝损伤相关转氨酶升高等；

* 通过组织病理 HE 染色，能观察到大/小鼠靶器官出现炎症浸润、细胞变性坏死等脓毒症特征性病理改变。

参考文献及鸣谢

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