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程晓东/施蕴渝/Merlin Crossley合作阐明ZBTB7A特异识别γ-珠蛋白启动子序列的分子机制

已有 803 次阅读 2021-9-30 23:35 |个人分类:小柯生命|系统分类:论文交流

美国得克萨斯大学安德森癌症研究中心程晓东教授、中国科学技术大学施蕴渝教授、以及澳大利亚新南威尔士大学Merlin Crossley教授三个实验室合作解析了锌指蛋白ZBTB7A与γ-珠蛋白启动子-200区域的复合物晶体结构,阐明了ZBTB7A特异识别γ-珠蛋白启动子序列的分子机制。


相关论文于2021年9月30日在线发表在Cell Reports杂志上。


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红细胞也称红血球,是血液中数量最多的一种血细胞,同时也是脊椎动物体内通过血液运送氧气的最主要的媒介,它的主要成分是血红蛋白。血红蛋白由珠蛋白及血红素组成,它承担血液中输送氧气,交换二氧化碳的功能。成人血红蛋白由4个亚基组成:两个α-珠蛋白和两个β-珠蛋白。β-血红蛋白疾病主要包括镰刀型贫血症和β-地中海贫血症,每年约有360,000的新生儿患有这两种疾病【1】。前者是由于β-珠蛋白的第6位谷氨酸被缬氨酸替代;后者是由于β-珠蛋白突变或者缺失,使β-珠蛋白的合成量降低,导致α-珠蛋白和β-珠蛋白失衡。两者均为常染色体隐性遗传病。


在人的胎儿出生前,血红蛋白是由α-珠蛋白和γ-珠蛋白组成,出生后胎儿γ-珠蛋白的表达将被抑制,此时的人体血红蛋白主要是由α-珠蛋白和β-珠蛋白组成。大量的科学研究表明若能使得胎儿珠蛋白出生后不被抑制,用它代替突变或者缺失的β-珠蛋白,这将是治疗血红蛋白疾病的有效方法【2-4】,因而揭示胎儿血红蛋白在发育过程中的转录调控过程对于血红蛋白疾病的治疗具有重要意义。


BCL11A和ZBTB7A是调控胎儿γ-珠蛋白基因表达的两个重要转录因子【5-8】。前期施蕴渝实验室通过结构生物学研究获得了BCL11A和γ-珠蛋白基因启动子上游115bp核心区域双链DNA的复合物晶体结构,并通过生化实验揭示了该区域与遗传性胎儿血红蛋白持续存在症(Hereditary Persistence of Fetal Hemoglobin,HPFH)相关的点突变(G-117A和C-114A/T/G)负调控γ-珠蛋白表达的分子机理,为这些天然突变负调控γ-珠蛋白的表达提供了合理的解释,该研究成果已发表于Cell Research杂志【9】。但是ZBTB7A调控胎儿γ-珠蛋白表达的具体分子机制却仍然不清楚。

 

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最近上述三个实验室的研究人员首先通过EMSA实验证实了ZBTB7A的C末端四个串联的C2H2锌指结构域ZF1-4参与结合γ-珠蛋白启动子上游200bp核心区域(-200元件),并证实ZF1和ZF2对于DNA的结合起重要作用。随后,利用荧光偏振实验测定了不同的蛋白质表达边界与-200元件的亲和力,最终确定了合适的ZBTB7A表达边界(370-500)。研究人员进一步对γ-珠蛋白启动子-200元件序列和长度进行优化,解析了ZBTB7A ZF1-4与-200DNA元件的2.4 Å分辨率复合物晶体结构。


结构分析发现ZBTB7A ZF1-4插入到DNA大沟中,主要识别两个G-rich的DNA序列。其中ZF1-2通过K(396)R(399)R(421)K(424)四个氨基酸残基参与识别DNA识别链3’端的4个串联G碱基,ZF4利用R(477)H(480)R(483)氨基酸残基参与识别DNA识别链5’端的4个串联G碱基。ZF3虽然没有参与碱基的特异性识别,但是可能对ZF4结合到正确的识别位置起着重要的桥梁作用。


最后,研究人员利用ITC实验证实了发生在-200元件区域与HPFH相关的点突变会影响ZBTB7A的结合。其中ZF1和ZF2识别的-202以及-201位的G碱基突变后破坏了ZBTB7A的结合。此外,以前的研究表明T-198C突变可以促进KLF1的结合提高胎儿γ-珠蛋白的表达水平【10】。该研究发现T-198C的突变减弱了ZBTB7A的结合,因此T-198C突变可能会通过ZBTB7A和KLF1协同调控γ-珠蛋白的表达。

 

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这项研究阐明了ZBTB7A识别γ珠蛋白-200元件的分子机制,揭示了-200元件区域与HPFH相关的点突变负调控γ珠蛋白的分子机理,为后续的小分子药物抑制剂的设计以及基因编辑治疗血红蛋白疾病提供了重要的结构基础。


中国科学技术大学生命科学与医学部博士后杨阳、美国得克萨斯大学安德森癌症研究中心博士后任韧澳大利亚新南威尔士大学生物技术与生物科学系博士生Lana C. Ly为论文共同第一作者,程晓东教授施蕴渝教授、以及Merlin Crossley教授为共同通讯作者。中国科学技术大学李福东副教授、美国得克萨斯大学安德森癌症研究中心John R. Horton和澳大利亚新南威尔士大学Kate G.R. Quinlan也对本研究做出了重要贡献。


相关论文信息:

https://doi.org/10.1016/j.celrep.2021.109759

 

参考文献

1. Williams, T. N. & Weatherall, D. J. World distribution, population genetics, and health burden of the hemoglobinopathies. Cold Spring Harb Perspect Med 2, a011692, doi:10.1101/cshperspect.a011692 (2012).

2. Platt, O. S. et al. Hydroxyurea enhances fetal hemoglobin production in sickle cell anemia. J Clin Invest 74, 652-656, doi:10.1172/JCI111464 (1984).

3. Telen, M. J., Malik, P. & Vercellotti, G. M. Therapeutic strategies for sickle cell disease: towards a multi-agent approach. Nat Rev Drug Discov 18, 139-158, doi:10.1038/s41573-018-0003-2 (2019).

4. Wienert, B., Martyn, G. E., Funnell, A. P. W., Quinlan, K. G. R. & Crossley, M. Wake-up Sleepy Gene: Reactivating Fetal Globin for beta-Hemoglobinopathies. Trends Genet 34, 927-940, doi:10.1016/j.tig.2018.09.004 (2018).

5. Masuda, T. et al. Transcription factors LRF and BCL11A independently repress expression of fetal hemoglobin. Science 351, 285-289, doi:10.1126/science.aad3312 (2016).

6. Sankaran, V. G. et al. Human fetal hemoglobin expression is regulated by the developmental stage-specific repressor BCL11A. Science 322, 1839-1842, doi:10.1126/science.1165409 (2008).

7. Martyn, G. E. et al. Natural regulatory mutations elevate the fetal globin gene via disruption of BCL11A or ZBTB7A binding. Nat Genet 50, 498-503, doi:10.1038/s41588-018-0085-0 (2018).

8. Liu, N. et al. Direct Promoter Repression by BCL11A Controls the Fetal to Adult Hemoglobin Switch. Cell 173, 430-442 e417, doi:10.1016/j.cell.2018.03.016 (2018).

9. Yang, Y. et al. Structural insights into the recognition of gamma-globin gene promoter by BCL11A. Cell Res 29:(11), 960-963, doi:10.1038/s41422-019-0221-0 (2019).

10. Wienert, B. et al. KLF1 drives the expression of fetal hemoglobin in British HPFH. Blood 130, 803-807, doi:10.1182/blood-2017-02-767400 (2017).




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