什么控制着器官再生？

是什么控制着器官再生？2005年Science庆祝创刊125年所提出了125个科学问题，其中有25个关键问题，这个问题就是其中之一。有许多生物都具有非凡的再生能力，比如说蚯蚓、涡虫、壁虎和蝾螈等，但是它们都很遗憾的处于进化树的底部，越往上，进化得越高等，这种独特的能力就丧失得越多。是什么控制着这个过程？这个问题的研究不但能回答我们从哪里来，我们为什么是这样，更重要的是它能决定我们的未来：实现人类的器官再生是所有发育生物学家和再生医学研究者共同的梦想。

关键词：器官再生；哺乳动物；分子机制；干细胞

再生是指机体在部分结构失去后的自我修复和替代，或者说是在受损后恢复原有器官的形状、结构和功能。一些低等的动物可以完全再生受损器官，比如涡虫，把它从中间切开，它就变成了两个涡虫，事实上曾经有人把它切成了279块，它竟然还能再生出一个完整的成体。经过研究，涡虫的这个魔力来源于一种特殊的细胞，成体未分化细胞（neoblasts），这是一种成体干细胞，弥漫性的分布于涡虫的整个身体中，只要存在一个这样的细胞，涡虫就能再生［1］。

蝾螈则是脊椎动物中的再生大师，它的四肢、尾巴、心脏、颌骨、大脑以及视网膜和晶状体都可以完全再生，就是说它再生出来的组织和器官的形态和功能都与原来的毫无二致。虽然可能存在着不同的再生机制，研究发现幼年的日本火腹蝾螈再生肢体时主要利用的是组织中的干／祖细胞，而成年之后利用的却是骨骼肌纤维的去分化和转分化［2］，但是无论幼年还是成年蝾螈都具有同样强大的再生能力。相比之下爪蟾的再生能力则随着长大而逐渐丧失，早期的蝌蚪断肢后可以完全再生，晚期的蝌蚪和变态之后的成体爪蟾则无法再生［3］。

随着物种的进化，再生的能力在一步步的丢失，就如同胚胎发育的过程，随着分化的越来越复杂越来越功能化，细胞的全能性也在一步步的丢失。作为哺乳动物的人类只存留着某些很少的再生能力，人体的器官根据再生能力可以分为三类：（1）具有比较高而持续的再生能力的器官，如皮肤和血液；（2）在损伤后有一定再生能力的器官，如肝脏、骨骼肌和骨骼；（3）再生能力很低的器官，如神经组织、心脏和肢体[4]。但总的来说，哺乳动物（包括人类）的器官再生都是有限和不完全的。

1，器官再生的影响因素

   BeckCW等人研究发现爪蟾蝌蚪的断尾再生由在胚胎尾牙发育中重要的信号通路所控制，抑制某些促进胚胎发育的通路如BMP、Notch、Wnt和FGF也会抑制爪蟾蝌蚪断尾的再生［5］。BMP、Notch、和FGF可以在两栖类的断肢再生中起到促进作用，而Wnt则主要起抑制作用[5]。这些通路在其他物种的再生中也同样发挥着重要的作用。而近年来发现的Hippo通路对于器官再生至关重要，这是一个1995年在果蝇体内首次发现的一个信号转导通路 ,在果蝇体内参与调控器官生长发育增殖凋亡、调节器官大小体积平衡的生长控制信号通路, 后来发现在哺乳动物的发育过程中Hippo有相同的功能［6］。如在最新的研究中发现，Hippo可通过Notch信号通路调控哺乳动物肝内胆管发育的信号转导功能[7]。

对绿色变色蜥蜴的多学科研究表明，作为能够再生附肢的与人类亲缘关系最近的动物，蜥蜴的断尾再生是一个漫长而复杂的过程，开启了至少326个基因，其中有的与胚胎发育有关，有的与激素信号的传递有关，还有的与愈伤系统有关。［8］。参与再生的分子机理非常复杂，而且有很多的重要分子都与肿瘤相关（众所周知，维持干细胞自我更新的许多因子如Oct4，Sox2、c-Myc等都是著名的癌基因），对机体的稳定至关重要，所以在分子机理上的研究还有很长的路要走。

除此之外，外部环境对再生的影响也不容小觑，比如微生物组的构成就与宿主的再生相关，涡虫会在内生细菌发生急剧变化的时候失去它的再生能力［9］。而在受损的肺中机械张力可以诱导肺泡的再生［10］。

2，器官再生的细胞来源

器官再生需要新的细胞，同一个物种的不同的组织器官的再生一般会采用来源不同的细胞，而不同物种的同一个器官的再生却有时相似有时却变化多端[4]。一般生理病理情况下再生需要的细胞分为3类：去分化、转分化和成体干（祖）细胞。

去分化主要发生在肢体再生中，在对蝾螈的肢体再生的研究中发现，蝾螈的断肢残端的多核肌纤维细胞的细胞核会增大，然后崩解成为单核的成肌细胞。这些成肌细胞就是断肢再生出芽基的前体细胞，可以重新进入细胞周期，具有活跃的分化潜能[11]。

生理状态下转分化的经典例子是东美螈的晶状体再生，新的细胞是由虹膜背缘的色素上皮细胞转分化而来，一只30岁的东美螈的晶状体在受损18次以后还可再生[12]。在哺乳动物中在实验研究中通过对特定因子的过表达，可以实现细胞的转分化，比如过表达Yamanaka因子和加入特定的小分子化合物培养，可使人的尿上皮细胞（尿上皮细胞是一个专有名词，主要来源是膀胱上皮）转变成神经前体细胞[13]。

再生中研究最多的成体干（祖）细胞是肌肉卫星细胞，在爪蟾的断尾再生的研究中发现Pax7阳性的卫星细胞是断尾再生时新产生肌肉的来源[14]，在哺乳动物中，受损的肌肉细胞也是通过激活卫星细胞，使其扩增分化从而形成新的肌纤维的[15]。

3，哺乳动物的器官再生

哺乳动物的再生是再生医学的圣杯，一直以来普遍认为哺乳动物的再生能力极低，但有研究表明在小鼠C2C12细胞中加入蝾螈的再生芽基的提取物后，小鼠细胞就像蝾螈细胞一样出现了去分化的现象。说明小鼠的再生起关键作用的是外源的去分化信号[16]。现在研究哺乳动物再生的模型主要有两个：具有再生能力的MRL小鼠和可以周期性再生的鹿茸[17]。

MRL小鼠的再生能力是Clark等人在1998年发现的，这种小鼠在耳朵被打洞以后可以完成软骨和毛囊等组织的完美再生，并且有芽基状结构的产生而无瘢痕[18]。进一步研究发现与正常小鼠相比MRL小鼠的再生细胞有更多的处于G2/M期，并且有着广泛的DNA损伤，通过对细胞周期蛋白的研究，发现将正常小鼠的p21蛋白沉默后其耳部也会像MRL一样再生[19]。

鹿茸作为哺乳动物唯一的能够完全再生的附属器官，是研究肢体再生，特别是骨再生的以后很好的模型。鹿茸是从鹿的角柄上长出来的骨质的组织，春天生长，秋天钙化，到次年春天脱落，维持一个循环。调控鹿茸再生的因素有很多，如睾酮、胰岛素样生长因子（IGF-1）、视黄酸受体（RAR）和甲状旁腺相关肽（PTHrP）等，还有在两栖动物的再生中发挥很大作用的WNT信号系统[20]。

4，人类的器官再生

器官再生的终极目标还是实现人类的器官再生，基于再生现象与胚胎发育的密切关系，使我们很容易想到可以通过模拟胚胎发育的过程来研究器官再生。

比如牙齿就是这样一个器官，牙齿正常发育中有两种组织，间充质组织和上皮样的膜样结构，间充质组织会分离出促使膜样结构向牙胚方向分化的因子。因此一项研究模拟了这种相互作用，首先通过将诱导多能干细胞分化为上皮样的膜状结构，再与小鼠牙胚间充质重组，所获得的重组样品再移植到免疫缺陷鼠体内，3 周后就形成了牙样结构。这一方法成功证实自体的诱导多功能干细胞可以作为新的牙科上皮源与胚间充质细胞中重组，创建一个生物工程牙胚体外培养和移植到接收方的颚骨形成一个功能完全的牙齿［21］。

最近的一项研究发现，用化学物质处理人干细胞，持续激活干细胞并且同时抑制Wnt信号通路，就会促进干细胞转变成为心肌细胞，而如果能够激活心脏祖细胞中的Wnt信号通路，就能够重新驱动心脏祖细胞转变成为心外膜细胞，而不是心肌细胞，如果再能将心脏祖细胞转变成为心脏的心内膜细胞，研究人员就可以对机体整个心脏壁进行再生了[22]。

在另一个研究中，则是用干细胞培育出能够产生胃酸和消化酶的人胃底（stomach fundus）组织。他们发现WNT/β-catenin信号系统可以促进人多能性干细胞产生胃底的关键性细胞类型，包括主细胞（chief cell）和壁细胞（parietal cell），其中主细胞产生一种关键性的消化酶，即胃蛋白酶，而壁细胞分泌用于消化的胃酸和用于协助肠道吸收维生素B-12的内在因子[23]。

结语

像给汽车换零件一样把人类受损、病变和衰老的器官换掉，一直是人类最美好的梦想之一，诱导多能性干细胞的发现使得我们已经可以使细胞回到自己的幼年时期，为我们研究器官的再生提供了一个非常有用的材料和工具。但人类对于再生的机理研究还非常的有限，未知的领域还需要大量的研究工作。可以说，11年过去了，我们已经了解了很多，但是离要达到目标还远远不够。

参考文献

1, Lei K, Thi-Kim Vu H, Mohan RD, et al.  Egf Signaling DirectsNeoblast Repopulation by Regulating Asymmetric Cell Division in Planarians. DevCell. 2016 Aug 22

2, Tanaka HV, Ng NC, Yang Yu Z, et al. A developmentally regulated switch from stem cells todedifferentiation for limb muscle regeneration in newts.Nat Commun. 2016 Mar 30

3, DENT JN. Limb regeneration in larvae andmetamorphosing individuals of the South African clawed toad.J Morphol. 1962Jan;110:61-77.

4, Shi W, Fang Z, Li L, et al. Using zebrafish as the model organism to understand organregeneration. Sci China Life Sci. 2015 Apr;58(4):343-51.

5, Beck CW, Slack JM. A developmentalpathway controlling outgrowth of the Xenopus tail bud.Development. 1999Apr;126(8):1611-20.

6，Moya IM, Halder G.The Hippo pathway in cellular reprogramming and regeneration of differentorgans. Curr Opin Cell Biol. 2016 Sep 1;43:62-68.

7，Wu N, Nguyen Q, Wan Y, et al.The Hippo signaling functions through the Notchsignaling to regulate intrahepatic bile duct development in mammals.Lab Invest.2017 Jul;97(7):843-853.

8, Hutchins ED, Markov GJ, Eckalbar WL, et al. Transcriptomic analysis of tail regeneration in the lizard Anoliscarolinensis reveals activation of conserved vertebrate developmental andrepair mechanisms. PLoS One. 2014 Aug 20;9(8)

9, Arnold CP, Merryman MS, Harris-Arnold A,et al. Pathogenic shifts in endogenous microbiota impede tissueregeneration via distinct activation of TAK1/MKK/p38.Elife. 2016 Jul 21;5.

10, Liu Z, Wu H, Jiang K, et al. MAPK-Mediated YAP Activation Controls Mechanical-Tension-InducedPulmonary Alveolar Regeneration.Cell Rep. 2016 Aug 16;16(7):1810-9.

11, Barker DM, Beck CW. Overexpression ofthe transcription factor Msx1 is insufficient to drive complete regeneration ofrefractory stage Xenopus laevis hindlimbs. Dev Dyn. 2009 Jun;238(6):1366-78.

12, Eguchi G, Eguchi Y, Nakamura K, et al. Regenerative capacity in newts is not altered by repeatedregeneration and ageing. Nat Commun. 2011 Jul 12;2:384.

13, Wang L, Wang L, Pei D, et al. Generation of integration-free neural progenitor cells from cellsin human urine. Nat Methods. 2013 Jan;10(1):84-9.

14, Daughters RS, Chen Y, Slack JM. Originof muscle satellite cells in the Xenopus embryo. Development. 2011Mar;138(5):821-30.

15, Le Grand F, Rudnicki MA. Skeletalmuscle satellite cells and adult myogenesis. Curr Opin Cell Biol. 2007Dec;19(6):628-33.

16, McGann CJ, Odelberg SJ, Keating MT.Mammalian myotube dedifferentiation induced by newt regeneration extract. ProcNatl Acad Sci U S A. 2001 Nov 20;98(24):13699-704.

17，Li C, Zhao H, Liu Z, et al. Deer antler--a novel model for studying organregeneration in mammals.Int J Biochem Cell Biol. 2014 Nov;56:111-22.

18, Clark LD, Clark RK, Heber-Katz E. A newmurine model for mammalian wound repair and regeneration. Clin ImmunolImmunopathol. 1998 Jul;88(1):35-45.

19, Bedelbaeva K, Snyder A, Gourevitch D,Clark L, et al. Lack of p21 expressionlinks cell cycle control and appendage regeneration in mice. Proc Natl Acad SciU S A. 2010 Mar 30;107(13):5845-50.

20, Li C, Yang F, Sheppard A. Adult stemcells and mammalian epimorphic regeneration-insights from studying annualrenewal of deer antlers. Curr Stem Cell Res Ther. 2009 Sep;4(3):237-51.

21, Cai J, Zhang Y, Liu P, et al. Generation of tooth-like structures from integration-free humanurine induced pluripotent stem cells. Cell Regen (Lond). 2013 Jul 30;2(1):6.

22，Xiaoping Bao,Xiaojun Lian, Timothy A. Hacker, et al. Palecek.Long-term self-renewing human epicardial cells generated from pluripotent stemcells under defined xeno-free conditions. Nature Biomedical Engineering, 2016;1 (1): 0003 DOI:

23, McCracken KW, Aihara E, Martin B, et al. Wnt/β-catenin promotes gastric fundus specification in mice andhumans. Nature. 2017 Jan 12;541(7636):182-187.