帕金森病（PD）是因大脑多巴胺能神经元变性死亡而引起的中枢神经系统损害，它与老年性痴呆病（即阿尔济海默病）、舞蹈病（即亨廷顿病）、肌萎缩性脊髓侧索硬化症等10余种类似疾病统称神经退行性疾病。这类疾病多发于60岁以上的老年人，其中90%~95%的病例为散发性，仅有5%~10%表现家族性群发现象。随着世界人口老龄化加剧，预计此类疾病的发病率和患病率将越来越高。据不完全统计，在中国55岁以上的人群中，PD的患病率约为1%，而60岁以上人群的PD患病率已达到2.5%，与欧美国家接近[1]。以我国当前老龄人口总数1.5亿计，PD患者的人数已达150万~375万人。

PD病情呈慢性、进行性、不可逆性加重的态势，一般5~8年后多数患者的生活会严重受限甚至不能自理，给家庭和社会带来沉重负担，已经成为世界各国经济持续发展的影响因素之一。目前，临床上常用左旋多巴或多巴胺拮抗剂暂时减轻震颤症状。然而，由于PD的发病原因不清楚，无法进行明确的早期诊断和有效的治疗，因而不能解除老龄患者因疾病带来的痛苦[2]。因此，无论从社会学角度或市场经济角度而言，尽快解决这类疾病引起的种种棘手问题显得非常必要和紧迫。

一般认为，PD的发生与衰老有明显的相关性，但更有可能与长期暴露于某些有害环境因素（如杀虫剂、除草剂等）及自身遗传缺陷有关。不过，PD的家族性遗传倾向较低（10%以下），表明先天的性细胞突变仅占少数，而多数遗传缺陷都属于后天的体细胞突变。尽管PD的基因诱变因素仍未找到，但已经知道ɑ-突触核蛋白（ɑ-synuclein）基因的点突变（A53T、A30P、E46K）与常染色体显性家族性PD有关[3]。

PD患者的典型组织病理学特征是大脑黑质神经元中出现路易小体（Lewy body），其中充满了ɑ-突触核蛋白结合泛素形成的聚合物（见下图中的褐点）。突变的ɑ-突触核蛋白更易形成不溶性蛋白质聚合物[4-5]，并直接抑制26S蛋白酶体的活性，因而对神经元产生毒性[6-7]。Parkin、DJ-1、UCH-L等突变后则会阻断异常蛋白的降解过程，从而导致神经元变性死亡[2]。转基因动物研究证实，蛋白质的异常聚集或错误折叠参与了神经元的致死过程[8]。因此，PD中基因突变引起的蛋白质结构与功能异常是导致多巴胺能神经元变性死亡的重要原因之一。

 不过，由基因突变导致的PD毕竟只占极少数的比例，而更多的是蛋白质或酶的翻译后修饰失活，如酪氨酸残基的广泛硝基化[9]。在PD患者的路易小体中，已发现大量酪氨酸硝基化的ɑ-突触核蛋白，而这些硝基化ɑ-突触核蛋白很容易形成聚合体而产生神经毒性。在神经毒素6-羟基多巴胺致PD小鼠的纹状体和中脑腹侧，也可见ɑ-突触核蛋白的硝基化[10]。此外，在ɑ-突触核蛋白中还可见异常磷酸化等。由此可见，蛋白质的异常修饰及所由引起的活性丧失是PD中多巴胺能神经元变性死亡的关键环节。

   蛋白质的酪氨酸硝基化可以导致一些酶的失活[11-12]、影响酪氨酸磷酸化调节的信号传导[13-14]、通过改变细胞的细微结构导致细胞凋亡[15]。大量研究表明，在多种疾病中都伴随着3-硝基酪氨酸水平的升高，如缺血再灌注损伤[16]、器官移植慢性排斥[17]、糖尿病心血管并发症[18]等。由此可见，蛋白质酪氨酸硝基化可能参与上述疾病的发生和发展过程。

目前，人们对PD发生机理的了解还仅限于ɑ-突触核蛋白的硝基化与不溶性蛋白质聚合物的形成，而这只是致病的结果，但不是发病的原因。事实上，将PD与其他疾病的研究结果进行对比，有助于从新的角度揭示PD的分子病理学机制。例如，在原发性PD患者大脑黑质和纹状体中，免疫反应性小胶质细胞的数量明显增加，而免疫抑制剂环孢菌素A和FK506均能对抗6-羟基多巴胺对黑质-纹状体多巴胺能神经元的损伤效应，并抑制其诱导的肿瘤坏死因子-ɑ（TNFɑ）升高[2]。

巧合的是，我们发现小鼠肠道细菌感染与胶原免疫接种可导致关节滑膜组织增生及淋巴细胞浸润，其间TNFɑ被激活，一氧化氮（NO）迸发，血氧浓度下降（缺氧），糖酵解产物乳酸含量升高，最终导致血管及组织增生和关节滑膜炎[19]。用免疫抑制剂雷帕霉素或青蒿素处理，则能大大减轻关节滑膜炎症状，并使上述生化指标测定值全部逆转[20]。上述结果表明，炎症通过激发NO诱导的缺氧可引起血管及组织增生，暗示PD中的小胶质细胞增生可能与滑膜细胞增生有着共同的诱发机理。  

在PD患者中，大脑多巴胺能神经元的线粒体DNA大量缺失，说明线粒体DNA突变可能与PD存在一定关系[2]。有人用释放NO的硝普钠（SNP）处理人骨关节炎滑膜细胞，结果发现，0.5mM SNP可诱导细胞死亡，24h、48h、72h的存活率分别为86%、74%、44%。同时，SNP还引起线粒体膜去极化、ATP合成受阻、呼吸链复合物I和III活性升高，柠檬酸合酶活性降低，线粒体数目减少[21]。另一方面，经TNFɑ抗体治疗的关节炎患者，其组织氧分压升高，线粒体DNA突变明显减少。相反，未经治疗的患者，氧分压不变，线粒体DNA突变也无明显变化[22]。以上结果说明，PD患者的多巴胺能神经元与骨关节炎滑膜细胞的共同特征都是线粒体DNA发生基因突变。

众所周知，PD是中脑黑质多巴胺能神经元损害所导致的运动功能障碍，即PD的病因是多巴胺能神经元选择性损伤所致。那么，多巴胺能神经元为何会选择性死亡呢？可能的原因包括：（1）多巴胺抑制ɑ-突触核蛋白原纤维向成熟纤维转化，导致原纤维在细胞内积聚而产生细胞毒性，使多巴胺能神经元死亡[2]。（2）多巴胺本身就是活性氧（ROS）的来源，它受单胺氧化酶催化脱氨、脱氢可生成H2O2和3,4-二羟基苯乙酸（DOPAC）。ROS可诱导ATP耗竭、泛素-蛋白酶体途径（UPP）受损、线粒体功能失常，从而导致多巴胺能神经元死亡[23-24]。（3）多巴胺的儿茶酚胺环被氧化后，还能产生多巴胺醌，其因缺乏电子而极易与蛋白质中半胱氨酸巯基共价结合形成半胱氨酰基多巴结合物，由此降低蛋白质中游离巯基所占的比重，使多巴胺能神经元易受ROS攻击而死亡[25]。

以往研究还表明，ROS的产生还与线粒体内膜上的解偶联蛋白（UCP）有关。UCP是一个转运蛋白家族，包括UCP1~5，其主要功能是通过诱导质子跨内膜空间传导而导致呼吸作用解偶联（即呼吸链电子传递不能产生ATP）。UCP的这种高度亲质子行为既降低了线粒体膜电位，同时也减少了ROS的产生[26]。UCP2与UCP1的同源性只有60%，似乎并无解偶联活性[27]。很多人认为，UCP2和UCP3都是阴离子转运蛋白[28-30]。最近，有人提出“丙酮酸假说”，认为UCP2可能起丙酮酸外输蛋白的作用，它可以瞬时打破葡萄糖与游离脂肪酸氧化作用之间的平衡，从而影响ROS生成与葡萄糖感应[31]。

一旦Th1细胞被激活，即可进入中枢神经系统（CNS），并产生促炎症细胞因子（IFNγ、IL-2），从而激活CNS中的巨噬细胞。随着巨噬细胞不断自分泌TNFɑ，炎症逐渐加剧。在细胞水平上，ROS的产生上调了某些促炎症基因（如iNOS）表达，由此产生大量NO。NO一方面通过抑制呼吸链（RC）促进ROS产生，并造成氧化损伤；另一方面，NO可阻断Th1细胞增殖，同时还能抑制NADPH氧化酶，从而避免产生过多的ROS而引起组织损伤及血脑屏障破坏。作为NADPH氧化酶、iNOS、谷胱甘肽还原酶（GR）的底物，NADPH在氧化还原平衡中发挥着关键作用，而在此过程中包括UCP2在内的线粒体转运蛋白则负责提供NADPH。此外，柠檬酸载体（CiC）也可将柠檬酸从线粒体运送到细胞质而提供NADPH，柠檬酸随后则在细胞质的异柠檬酸脱氢酶（ICDH）催化下氧化生成ɑ-酮戊二酸（ɑ-KG）[32]。

 在巨噬细胞系Raw264中表达UCP2可显著减少脂多糖（LPS）处理诱导的ROS生成和iNOS基因表达[33]。相反，对UCP2缺失小鼠进行LPS免疫接种后，iNOS表达增强，NO生成增加[34]。在炎症早期，UCP2表达的瞬时减弱可促进线粒体ROS生成，并激活丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）途径，从而使iNOS表达增强和炎症加剧[35]。通过抑制ROS的产生和降低氧化应激损害，UCP2对感染[36]、脑缺血[37]、血管硬化[38]、Ⅰ型糖尿病[39]、实验性自身免疫脑肌炎（EAE）[40]均有明显的保护作用。基因测序结果表明，UCP2基因启动子上游-886位的G/A多态性与肥胖、高糖血症[41]、多发性硬化症[42]和各种炎症性疾病（类风湿关节炎、系统性红斑狼疮、Wegener's粒细胞增多症、牛皮癣）[43]有关。由此可见，UCP2在减少ROS生成及缓解氧化应激性疾病方面具有重要作用。

研究还显示，UCP2具有保护神经元免受缺血及应激毒性损伤的作用[44-45]。在果蝇成熟神经元线粒体中表达UCP2，可缓解氧化应激程度，并延长其生命周期[46]。用专一性多巴胺能神经毒素甲基-4-苯并吡啶处理培养的儿茶酚胺能细胞，可使UCP4表达显著上调，从而减少ROS的生成和ATP耗竭[47]。申请者在国外从事博士后研究期间所在实验室的研究结果也表明，表达UCP4的多巴胺能细胞能维持正常的线粒体功能及ATP水平[48-49]。申请者作为共同作者在2011年8月出版的Stroke上最新发表论文证实了神经性炎症在PD等神经退行性疾病中的促进作用，因为Notch信号通路的反义阻断可以下调促炎症细胞因子表达，减弱小胶质细胞激活，降低神经毒素对小胶质细胞的毒性[50]。以上结果说明，UCP家族的各个成员可能具有相似的功能，即减少ROS生成，降低氧化应激，避免氧化损伤。

综上所述，目前已经积累了相当多的直接或间接证据，可以推断UCP及ɑ-突触核蛋白突变或修饰失活以及由此引起的ROS迸发、蛋白质聚集和路易小体形成可能是导致多巴胺能神经元选择性死亡的重要原因之一，因而也能部分解释PD中所观察到的某些病理现象。但是，目前对于造成PD中基因突变或蛋白质修饰的关键线索还没有找到，也就是还不知道PD发病的启动因素究竟是什么？

为此，根据前人实验结果及课题组成员的前期工作，我们在此提出“NO介导UCP及ɑ-突触核蛋白硝基化失活”假说，试图通过揭示这两个关键蛋白质结构与功能的异常初步解释PD发病的分子机理，尤其是寻找启动多巴胺能神经元选择性死亡的病理原因，由此探索新的PD治疗靶点及治疗方案。本研究仅涉及UCP及ɑ-突触核蛋白的硝基化修饰失活，至于UCP及ɑ-突触核蛋白的基因突变失活有待今后继续深入研究。

我们首先假定PD起因于某种神经性炎症，于是被激活的T细胞进入CNS，受小胶质细胞激活而产生IFNγ、IL-2等促炎症细胞因子，然后IFNγ激活巨噬细胞产生TNFɑ、NO、ROS。TNFɑ可将巨噬细胞招募至CNS发炎部位，继续加剧神经炎，而NO则扩散进入多巴胺能神经元及其线粒体内，一部分NO可与UCP及ɑ-突触核蛋白的半胱氨酸巯基结合，形成S-硝基化UCP和S-硝基化ɑ-突触核蛋白，导致功能改变或失活。另一部分NO则可与O2竞争结合呼吸链末端的细胞色素氧化酶，使呼吸链处于还原状态而产生O2-。当NO遇到O2-时，可形成强氧化性过氧化亚硝酸盐（peroxynitrite, ONOO-），进而引起线粒体功能障碍甚至基因突变。由于UCP及ɑ-突触核蛋白的硝基化失活，促进了ROS的产生、ɑ-突触核蛋白的聚集和路易小体的形成，加上多巴胺本身也能产生ROS，因此多巴胺能神经元将比其他神经元释放更多的ROS，也更易受到氧化应激损伤。这可能就是PD中多巴胺能神经元选择性死亡的主要原因。

为了对上述假说进行实验验证，我们拟在利用6-羟多巴胺制备经典PD大鼠模型的基础上，利用完全弗氏佐剂诱发炎症以激发内源性NO合成或利用SNP颅内注射直接提供外源性NO模拟神经性炎症刺激NO迸发的效果，由此探讨建立基于发病机理的新型PD大鼠模型的可能性，并与经典PD大鼠模型进行比较，从形态学、行为学、解剖学、组织病理学、神经生理学和神经生物化学等多个角度对造模效果进行评价，评价指标包括：运动迟缓（bradykinesia）、肌僵直和静止性震颤等运动功能损伤；路易小体形成、多巴胺能神经元数目、UCP2及ɑ-突触核蛋白含量、3-硝基酪氨酸含量、ROS总含量、4-羟基壬烯酸（4-HNE）含量、NO含量、ATP含量、柠檬酸合酶活性、线粒体数目、线粒体膜电位、线粒体基因突变率等。同时，采用iNOS基因敲除大鼠（iNOS-/-），通过注射完全弗氏佐剂诱导炎症（但不能大量合成NO），并以上述相同的评价指标进行造模效果评价，重点分析硝基化UCP及ɑ-突触核蛋白水平，以便进一步考察NO在启动PD致病进程中的作用。

已有研究表明，蛋白质硝基化是可逆的，二硫苏糖醇、维生素C等抗氧化剂均能使NO从硝基化蛋白质上释放出来[51]。同时也发现，在中老龄小鼠中，异亮氨酸、苏氨酸、缬氨酸、亮氨酸混合液可以上调抗氧化酶基因表达，抑制ROS生成，促进线粒体增殖，延长生命周期[52]。为了阻断PD的致病进程，我们在用SNP造模的同时，将通过注射二硫苏糖醇解除蛋白质（包括UCP及ɑ-突触核蛋白）的硝基化，同时通过注射支链氨基酸促进线粒体增殖，考察药物对造模的影响。在SNP造模完成后，也用二硫苏糖醇和支链氨基酸处理，然后从病理、生理、生化指标进行评价，探讨药物的治疗效果。通过这些研究，有助于了解PD发病的启动因素，并可考虑从靶向给药层次上阻断PD进展。

目前PD的治疗手段包括药物、手术、细胞和基因治疗。在PD的早期治疗方面，左旋多巴虽能改善临床症状，但有严重的并发症。近年来，神经保护性药物（如抗氧化剂、神经营养因子、能量代谢增强剂等）受到重视，但大量实验及临床研究并未收到理想的效果，原因可能是未能找准关键环节、药物靶点过于单一、给药手段不太适合（如神经营养因子）等。因此，PD的治疗任重而道远！

主要参考文献

1. 世界卫生组织. 2001年世界卫生报告：精神卫生. 2002，人民卫生出版社

2. 中国科学技术协会. 2007-2008生物学学科发展报告：神经科学. 2008，中国科学技术出版社

3. Polymeropoulos MH, et al. (1997) Mutation in the alpha-synuclein gene identified in families with Parkinson's disease. Science, 276, 2045–2047

4. Conway KA, et al. (1998) Accelerated in vitro fibril formation by a mutant alpha-synuclein linked to early-onset Parkinson disease. Nat Med. 4:1318-1320

5. Ostrerova-Golts N, et al. 2000. The A53T alpha-synuclein mutation increases iron-dependent aggregation and toxicity. J Neurosci. 20:6048-6054

6. Stefanis L, et al. (2001) Expression of A53T mutant but not wild-type alpha-synuclein in PC12 cells induces alterations of the ubiquitin-dependent degradation system, loss of dopamine release, and autophagic cell death. J Neurosci. 21: 9549-9560

7. Tanaka Y, et al. (2001) Inducible expression of mutant alpha-synuclein decreases proteasome activity and increases sensitivity to mitochondria-dependent apoptosis. Hum Mol Genet. 10:919-926

8. Bucciantini M, et al. (2002) Inherent toxicity of aggregates implies a common mechanism for protein misfolding diseases. Nature 416: 507-511

9. Ischiropoulos H (1998) Biological tyrosine nitration: a pathophysiological function of nitric oxide and reactive oxygen species. Arch Biochim Biophys 356: 1-11

10. Eriksen JL, et al. (2003) Caught in the act: alpha-synuclein is the culprit in Parkinson's disease. Neuron 40:453-456

11. MacMillan-Crow LA, et al. (1998) Peroxynitrite-mediated inactivation of manganese superoxide dismutase involves nitration and oxidation of critical tyrosine residues. Biochemistry 37:1613-1622

12. Haddad IY, et al. (1996) Nitration of surfactant protein A results in decreased ability to aggregate lipids. Am J Physiol 37: 1613-1622

13. Monteiro HP, et al. (2002) Signal transduction by protein tyrosine nitration: competition or cooperation with tyrosine phosphorylation-dependent signaling events? Free Rad Biol Med 33: 765-773

14. Brito C, et al. (1999) Peroxynitrite inhibits T lymphocyte activation and proliferation by promoting impairment of tyrosine phosphorylation and peroxynitrite-driven apoptotic death. J Immunol 162: 3356-3366

15. Eiserich JP, et al. (1999) Microtubule dysfunction by posttranslational nitrotyrosination of alpha-tubulin: a nitric oxide-dependent mechanism of cellular injury. 96: 6365-6370

16. Ischiropoulos H, et al. (1995) Reactive species in ischemic rat lung injury: contribution of peroxynitrite. Am J Physiol 269: L158-L164

17. MacMillan-Crow LA, et al. (1996) Nitration and inactivation of manganese superoxide dismutase in chronic rejection of human renal allografts. Proc Natl Acad Sci USA 93: 11853-11858

18. Turko IV, et al. (2002) Protein nitration in cardiovascular diseases. Pharmacol Rev 54: 619-634

19. Bao F, Xiao N, Wu P, Qiu F, Zeng QP. (2012) Nitric oxide-driven hypoxia initiates synovial angiogenesis, hyperplasia and inflammatory lesions in mice. PLoS ONE. Minor revision

20. Bao F, Xiao N, Wu P, Qiu F, Zeng QP. (2012) Treatment of articular synovitis as tumor: verification in an acute arthritis mouse model. Submitted to Rheumatology

21. Cillero-Pastor B, et al. (2011) Effect of nitric oxide on mitochondrial activity of human synovial cells. BMC Musculoskeletal Disorders 12: 42

22. Biniecka M, et al. (2011) Successful tumour necrosis factor (TNF) blocking therapy suppresses oxidative stress and hypoxia-induced mitochondrial mutagenesis in inflammatory arthritis. Arthritis Res Ther 13:R121

23. Okanda S, et al. (2000) Enhanced vulnerability to oxidative stress by alpha-synuclein mutations and C-terminal truncation. Neuroscience 97:279-284

24. Hashimoto M, et al. (2003) Role of protein aggregation in mitochondrial dysfunction and neurodegeneration in Alzheimer's and Parkinson's diseases. Neuromolecular Med 4:21-36

25. Hastings TG, et al. (1994) Identification of catecholprotein conjngates in neostriatal slices incubated with [3H] dopamine: impact of ascorbic acid and glutathione. J Neurochem 63: 1126-1132

26. Negre-Salvayre A et al. (1997) A role for uncoupling protein-2 as a regulator of mitochondrial hydrogen peroxide generation. FASEB J 11:809-815

27. Couplan E, et al. (2002) No evidence for a basal, retinoic, or superoxide induced uncoupling activity of the uncoupling protein 2 present in spleen or lung mitochondria. J Biol Chem 277: 26268–26275

28. Nubel T, et al. (2008) Modified glutamine catabolism in macrophages of Ucp2 knock-out mice. Biochim Biophys Acta 1777: 48–54

29. Pecqueur C, et al. (2009) UCP2, a metabolic sensor coupling glucose oxidation to mitochondrial metabolism? IUBMB Life 61: 762–767

30. Mozo J, et al. (2006) Expression of UCP3 in CHO cells does not cause uncoupling, but controls mitochondrial activity in the presence of glucose. Biochem J 393: 431–439

31. Bouillaud F (2009) UCP2, not a physiologically relevant uncoupler but a glucose sparing switch impacting ROS production and glucose sensing. Biochim Biophys Acta 1787: 377–383

32. Kizaki T, et al. (2002) Uncoupling protein 2 plays an important role in nitric oxide production of lipopolysaccharide-stimulated macrophages. Proc Natl Acad Sci USA 99: 9392-9397

33. Bai Y, et al. (2005) Persistent nuclear factor-kappa B activation in Ucp2-/- mice leads to enhanced nitric oxide and inflammatory cytokine production. J Biol Chem 280: 19062-19069

34. Emre Y, et al. (2007) Mitochondria contribute to LPS-induced MAPK activation via uncoupling protein UCP2 in macrophages. Biochem J 402: 271-278

35. Rousset S, et al. (2006) The uncoupling protein 2 modulates the cytokine ballance in innate immunity. Cytokine 35: 135-142

36. Mattiasson G, et al. (2003) Uncoupling protein-2 prevents neuronal death and diminishes brain dysfunction after stroke and brain trauma. Nat Med 9: 1062-1068

37. Blanc J, et al. (2003) Protective role of uncoupling protein 2 in atherosclerosis. Circulation 107: 388-390

38. Emre Y, et al. (2007) Role of uncoupling protein UCP2 in cell-mediated immunity: how macrophage-mediated insulitis is accelerated in a model of autoimmune diabetes. Proc Natl Acad Sci USA 104: 19085-19090

39. Vogler S, et al. (2006) Uncoupling protein 2 has protective function during experimental autoimmune encephalomyelitis. Am J Pathol 168: 1570-1575

40. Fleury C, et al. (1997) Uncoupling protein-2: a novel gene linked to obesity and hyperinsulinemia. Nat Genet 15: 269-272

41. Vogler S, et al. Association of a common polymorphism in the promoter of UCP2 with susceptibility to multiple sclerosis. J Mol Med 83: 806-811

42. Yu X, et al. (2009) Association of UCP2 -886 G/A polymorphism with chronic inflammatory diseases. Genes Immun 10: 601-605

43. Aheng C, et al. (2011) Deletion of UCP2 in iNOS deficient mice reduces the severity of the disease during experimental autoimmune encephalomyelitis. PLoS ONE 6:e22841

44. Mattiasson G, et al.(2003) Uncoupling protein-2 prevents neuronal death and diminishes brain dysfunction after stroke and brain trauma. Nat Med 9:1062-1068

45. Sullivan PG, et al. (2003) Mitochondrial uncoupling protein-2 protects the immature brain from excitotoxic neuronal death. Ann Neurol 53:711-717

46. Fridell YW, et al. (2005) Targeted expression of the human uncoupling protein 2 (hUCP2) to adult neurons extends life span in the fly. Cell Metab.1:145-152

47. Ho PW, et al. (2005) Methyl-4-phenylpyridinium ion modulates expression of mitochondrial uncoupling proteins 2, 4, and 5 in catecholaminergic (SK-N-SH) cells. J Neurosci Res 81:261-268

48. Chan SL, et al. (2006) Mitochondrial uncoupling protein-4 regulates calcium homeostasis and sensitivity to store-depletion-induced apoptosis in neural cells .J Biol Chem.

49. Liu D, et al. (2006) Mitochondrial uncoupling protein-4 modulates neuronal energy metabolism, oxyradical production and calcium homeostasis. Neuromol  Med. 8:389-414

50. Wei ZL, et al. (2011) Notch activation enhances the microglia-mediated inflammatory response associated with focal cerebral ischemia. Stroke 42: 2589-2594

51. Al-Ani B, et al. (2006) The release of nitric oxide from S-nitrosothiols promotes angiogenesis. PLoS ONE 1:e25

52. D'Antona G, et al. (2010) Branched-chain amino acid supplementation promotes survival and surports cardiac and skeletal muscle mitochondrial biogenesis in middle-aged mice. Cell Metabolism 12: 362-372